la guía completa de reconstitución de péptidos: matemáticas de concentración y protocolo de laboratorio

La guía completa para la reconstitución de péptidos: matemáticas de concentración y protocolo de laboratorio

Revisado para determinar la precisión matemática y el cumplimiento de los protocolos estándar de manipulación de laboratorios preclínicos. Última actualización: julio de 2026.

Todos los investigadores que alguna vez han sostenido un vial de péptido liofilizado han tenido el mismo momento de vacilación: ¿cuánto disolvente entra y qué significa eso realmente para lo que sale? La química no es difícil. La aritmética no es difícil. Lo que hace tropezar a la gente es que los dos generalmente se enseñan por separado, por lo que los números en el vial, los números en la fórmula y los números en el cilindro de la jeringa nunca se alinean del todo en un solo lugar.

Esta guía los coloca en un solo lugar. Cubre lo que la reconstitución hace físicamente a un péptido liofilizado, las conversiones de unidades que causan la mayor cantidad de errores, las dos fórmulas que gobiernan cada cálculo que realizará y el protocolo de manejo que determina si el péptido en solución sigue siendo el péptido con el que comenzó. No se asume ninguna formación previa en química.

RESPUESTA RÁPIDA

La reconstitución de péptidos es el proceso de laboratorio que consiste en disolver un polvo de péptido liofilizado (liofilizado) en un disolvente líquido (normalmente agua bacteriostática) para producir una solución de concentración conocida y mensurable.

La concentración se calcula como masa dividida por volumen: un vial de 5 mg reconstituido con 2 ml de disolvente produce 2,5 mg/ml.

En una jeringa de insulina U-100, donde 100 unidades equivalen a 1 ml, esa misma solución administra 25 mcg por unidad.

DESCARGO DE RESPONSABILIDAD SOBRE EL USO DE INVESTIGACIÓN

Todo el contenido de esta página se proporciona únicamente con fines educativos y de laboratorio. Los compuestos analizados son productos químicos de investigación destinados a uso en investigación preclínica e in vitro. Nada aquí es un consejo médico y nada de ello debe interpretarse como una guía para la administración humana o veterinaria. Consulte a profesionales calificados y las regulaciones aplicables antes de manipular cualquier compuesto de investigación.

Qué cubre esta guía

• ¿Qué efecto real tiene la reconstitución en un péptido liofilizado?
• Por qué las matemáticas de reconstitución salen mal con más frecuencia de lo que deberían
• Unidades: miligramos, microgramos, mililitros, centímetros cúbicos y unidades de jeringa.
• La fórmula de concentración y la regla ×10 para jeringas U-100
• Tabla de referencia de concentraciones para tamaños de viales comunes
• Dilución y relación C₁V₁ = C₂V₂
• Agua bacteriostática versus agua estéril
• Desplazamiento de la pólvora y por qué casi nunca importa
• Protocolo de reconstitución de 3 pasos de Belk Body Lab
• Química de estabilidad, almacenamiento y degradación.
• Solución de problemas: turbidez, disolución lenta, partículas
• Los errores de reconstitución más comunes
• Preguntas frecuentes

¿Qué es realmente la reconstitución de péptidos?

La reconstitución de péptidos es el proceso de devolver un péptido liofilizado a la solución agregando un volumen medido de solvente, produciendo un líquido de concentración conocida que se puede extraer y medir con precisión.

Para comprender por qué existe el polvo en primer lugar, es útil comprender la liofilización. Los péptidos son cadenas de aminoácidos unidos por enlaces amida, y en solución acuosa esos enlaces son vulnerables. El agua impulsa la hidrólisis. Permite la desamidación de los residuos de asparagina y glutamina. Proporciona la movilidad que permite que las moléculas se encuentren y se agreguen. Un péptido que se encuentra en agua a temperatura ambiente es un péptido que se descompone lentamente.

La liofilización elimina esa agua. La solución peptídica se congela y luego se coloca bajo un vacío profundo para que el hielo se sublime y pase directamente de sólido a vapor sin volverse líquido. Lo que queda es una torta de péptido seca y porosa, a menudo con un agente de carga como manitol o trehalosa. Los investigadores llaman a este pastel el disco. Debido a que el proceso finaliza bajo vacío y el vial se tapa antes de que se iguale la presión, la mayoría de los viales de péptidos llegan con un vacío parcial en su interior. Ese detalle importa más de lo que parece y volveremos a él en la sección de protocolo.

La reconstitución revierte esto. El disolvente entra, la torta porosa se moja, se vuelven a formar enlaces de hidrógeno entre el péptido y el agua y el péptido vuelve a la solución. A partir de ese momento, el reloj de estabilidad comienza a funcionar nuevamente, razón por la cual el almacenamiento después de la reconstitución es un problema diferente al almacenamiento anterior.

Por qué las matemáticas de reconstitución salen mal

Las matemáticas de la reconstitución no implican nada más que la división. Los errores siguen siendo comunes y casi siempre son errores de traducción de unidades más que errores de cálculo.

Hay tres lugares específicos en los que la traducción falla.

• El vial está etiquetado en miligramos, pero las cantidades de trabajo generalmente se expresan en microgramos. Un factor de 1000 se encuentra entre los dos, y un decimal mal colocado mueve el resultado en un orden de magnitud.
• La jeringa está graduada en unidades, no en mililitros ni microgramos. Una jeringa de insulina U-100 indica de 0 a 100, y esos números se refieren a unidades de insulina, una escala que no tiene nada que ver con el péptido en el barril. Sólo son útiles como marcas de volumen.
• La concentración no es una propiedad del péptido. Es una propiedad de la elección realizada en el momento de la reconstitución. El mismo vial de 10 mg puede producir legítimamente cuatro concentraciones completamente diferentes dependiendo de la cantidad de disolvente que se haya añadido, y no hay forma de determinar cuál se tiene mirándolo.

Ese tercer punto es el que vale la pena interiorizar. Un vial te da una masa. Tú eliges un volumen. La concentración es la proporción que creaste y existe solo en tus notas. Etiquete sus viales.

Unidades: mg, mcg, ml, cc y unidades de jeringa

Cuatro conversiones cubren esencialmente toda la aritmética de reconstitución.

Nota de equivalencia de relación

Masa 1 mg = 1000 mcg mcg a veces se escribe µg; significado idéntico

Volumen 1 ml = 1 cc Exactamente igual; cc es una notación más antigua

Jeringa U-100 100 unidades = 1 ml 1 unidad = 0,01 ml

Jeringa U-50 50 unidades = 0,5 ml 1 unidad = 0,01 ml — mismo volumen por unidad

Las filas de jeringas merecen una mirada más cercana, porque la distinción U-100 y U-50 confunde a las personas que asumen que los números escalan de manera diferente. No es así. En ambas jeringas una unidad es de 0,01 ml. La diferencia es la capacidad total y el espacio físico de las graduaciones: una jeringa U-50 contiene la mitad pero distribuye sus 50 marcas en un cilindro de longitud similar, por lo que cada marca está aproximadamente dos veces más separada. Para volúmenes pequeños, un cañón U-50 es más fácil de leer con precisión, lo cual es toda su ventaja.

¿Qué significa UI en una jeringa? UI significa Unidad Internacional, una medida de actividad biológica en lugar de masa. Es significativo para la insulina y para una pequeña cantidad de hormonas con estándares de actividad definidos. No es significativo para la mayoría de los péptidos de investigación, que se cuantifican en masa. Cuando una jeringa está marcada en UI, trate las graduaciones simplemente como marcas de volumen y calcule en masa.

La fórmula de concentración

La concentración es masa dividida por volumen. La concentración de reconstitución se calcula como:

Concentración (mg/ml) = Masa de péptido (mg) ÷ Volumen de disolvente (ml)

Un vial de 10 mg reconstituido con 2 ml de agua bacteriostática da 10 ÷ 2 = 5 mg/ml. Reconstituido con 5 ml, el mismo vial da 2 mg/ml. Nada sobre el péptido cambió; sólo lo hizo la proporción.

La regla ×10: conversión directa a mcg por unidad

La mayoría de los investigadores en realidad no quieren mg/ml. Quieren saber qué representa una sola marca en la jeringa. Normalmente, llegar allí requiere tres pasos: convertir mg a mcg, dividir por volumen en ml y luego dividir por 100 para obtener por unidad. Esos tres pasos se funden en uno.

mcg por unidad (U-100) = (Masa del vial en mg × 10) ÷ Volumen de disolvente en ml

Nos referimos a este atajo como la regla ×10. Funciona porque las dos conversiones incluidas en la versión larga (multiplicar por 1000 para llegar a microgramos y luego dividir por 100 para llegar a por unidad) se reducen a un único factor de 10.

Ejemplo resuelto: un vial de 5 mg reconstituido con 2 ml. Aplique la regla: (5 × 10) ÷ 2 = 25 mcg por unidad. Verifique el camino largo: 5 mg son 5000 mcg; dividido en 2 ml da 2500 mcg/ml; una unidad es de 0,01 ml, por lo que una unidad contiene 25 mcg. Los resultados coinciden, como deben ser.

El valor práctico de la regla es que se ejecuta en la cabeza. También hace que una relación importante sea inmediatamente visible: duplicar el disolvente reduce a la mitad la masa por unidad y duplicar el tamaño del vial la duplica. La concentración es una palanca que usted pone deliberadamente, y la regla le dice exactamente dónde la pone.

Tabla de referencia de concentración

La siguiente tabla muestra la concentración resultante y los mcg por unidad para tamaños de viales comunes en volúmenes de disolvente estándar. Todas las cifras por unidad suponen una jeringa de insulina U-100. Los valores se redondean a dos decimales cuando no se dividen uniformemente.

Vial + 1 ml + 2 ml + 3 ml + 5 ml

2 mg 2 mg/ml — 20 mcg/unidad 1 mg/ml — 10 mcg/unidad 0,67 mg/ml — 6,67 mcg/unidad 0,4 mg/ml — 4 mcg/unidad

5 mg 5 mg/ml — 50 mcg/unidad 2,5 mg/ml — 25 mcg/unidad 1,67 mg/ml — 16,67 mcg/unidad 1 mg/ml — 10 mcg/unidad

10 mg 10 mg/ml — 100 mcg/unidad 5 mg/ml — 50 mcg/unidad 3,33 mg/ml — 33,33 mcg/unidad 2 mg/ml — 20 mcg/unidad

15 mg 15 mg/ml — 150 mcg/unidad 7,5 mg/ml — 75 mcg/unidad 5 mg/ml — 50 mcg/unidad 3 mg/ml — 30 mcg/unidad

20 mg 20 mg/ml — 200 mcg/unidad 10 mg/ml — 100 mcg/unidad 6,67 mg/ml — 66,67 mcg/unidad 4 mg/ml — 40 mcg/unidad

Un patrón que vale la pena observar: varias combinaciones producen valores por unidad idénticos. Un vial de 5 mg en 1 ml y un vial de 10 mg en 2 ml dan 50 mcg por unidad. Un vial de 10 mg en 1 ml y un vial de 20 mg en 2 ml dan 100. Es por eso que el tamaño del vial por sí solo no dice nada, y por qué dos viales colocados uno al lado del otro en un banco pueden parecer idénticos aunque tengan una diferencia de concentración cuatro veces mayor.

Por qué 2 ml es un valor predeterminado común

Dos mililitros aparecen constantemente en las notas de laboratorio y en las discusiones en los foros, y no existe ninguna razón química para ello. Es un compromiso práctico. Produce valores por unidad que son números redondos para la mayoría de los tamaños de viales estándar, cabe cómodamente dentro del espacio de cabeza de un vial de péptido típico de 2 ml o 3 ml y produce una concentración lo suficientemente diluida como para que los volúmenes pequeños caigan en graduaciones de jeringa legibles en lugar de entre ellas. Convención, no química.

Dilución: la relación C₁V₁ = C₂V₂

La reconstitución crea una solución madre. La preparación de una solución de trabajo más diluida a partir de esa solución utiliza la ecuación de dilución, que es una de las relaciones más útiles en la práctica de laboratorio.

C₁V₁ = C₂V₂

C₁ es la concentración del stock, V₁ el volumen del stock que toma, C₂ la concentración que desea y V₂ el volumen final después de agregar el solvente. La ecuación establece que la masa del péptido no cambia con la dilución; solo lo estás esparciendo a través de más líquido.

Ejemplo resuelto: tiene un stock de 5 mg/ml y necesita 4 ml de una solución de trabajo de 1 mg/ml. Reorganizado, V₁ = (C₂ × V₂) ÷ C₁ = (1 × 4) ÷ 5 = 0,8 ml. Extraiga 0,8 ml de caldo y llévelo a un volumen final de 4 ml con disolvente, es decir, agregue 3,2 ml. La distinción entre "añadir 3,2 ml" y "llevar a 4 ml" es donde residen los errores de dilución; la ecuación resuelve el volumen final, no el volumen agregado.

NOTA DE DILUCIÓN EN SERIE

Para soluciones de trabajo muy diluidas, una dilución en un solo paso puede requerir extraer un volumen de stock demasiado pequeño para medirlo con precisión. En ese caso, diluya en etapas: un 1:10 seguido de otro 1:10 da 1:100 con dos transferencias mensurables. Cada etapa agrava cualquier error de pipeteo, por lo tanto, utilice la menor cantidad de etapas que mantengan cada volumen medido dentro de un rango legible.

Agua bacteriostática versus agua estéril

El agua bacteriostática es agua estéril que contiene un 0,9% de alcohol bencílico como conservante antimicrobiano. El agua esterilizada para inyección no contiene conservantes. El conservante marca la diferencia y determina cuánto tiempo permanece utilizable un vial reconstituido.

Propiedad Agua bacteriostática Agua esterilizada

Conservante 0,9% alcohol bencílico Ninguno

Uso vial Multipunción Un solo uso

Periodo de uso convencional Aproximadamente 28 días una vez perforado Úselo inmediatamente; descartar el resto

Protección microbiana Inhibe el crecimiento bacteriano después de la entrada Ninguno una vez que se rompe el sello

Compatibilidad con péptidos Adecuado para la mayoría; consulte la precaución a continuación Universal, pero no hay protección

Aplicación típica Soluciones de material de múltiples embuticiones Trabajos de una sola embutición o sensibles a los conservantes

Cuando el alcohol bencílico es un problema

El alcohol bencílico no es químicamente inerte con respecto a las proteínas. La literatura publicada sobre formulación de proteínas documenta casos en los que el alcohol bencílico promueve la agregación: se ha demostrado que perturba la estructura terciaria de ciertas proteínas y acelera la formación de agregados, con el antagonista del receptor de interleucina-1 humano recombinante y el interferón gamma entre los ejemplos mejor caracterizados. El mecanismo implica que el conservante se divida en regiones hidrófobas de la estructura plegada y la desestabilice.

Para los péptidos cortos con poca estructura terciaria que se rompan, esto generalmente no es una preocupación práctica. Para péptidos y proteínas más grandes y estructuralmente complejos, puede serlo. Si un compuesto tiene una sensibilidad documentada a los conservantes, o si una solución preparada en agua bacteriostática desarrolla turbidez o partículas visibles que el mismo compuesto no desarrolla en agua esterilizada, el conservante es una sospecha razonable. La documentación del fabricante y la literatura específica del compuesto deben ser la fuente decisiva, no la convención general.

Desplazamiento de la pólvora: ¿el disco añade volumen?

El desplazamiento se refiere al volumen ocupado por el propio péptido sólido una vez disuelto, que en principio se suma al volumen final de la solución y por lo tanto reduce la concentración real ligeramente por debajo del valor calculado.

En principio es real. En la práctica, en las masas implicadas en el trabajo de los péptidos, es insignificante. Los sólidos peptídicos tienen densidades en la región de 1,3 g/cm³, por lo que 10 mg de péptido ocupan aproximadamente 0,008 ml, unos ocho microlitros. Contra un volumen de disolvente de 2 ml, esto supone un error de menos del medio por ciento, mucho menor que la incertidumbre al leer la graduación de una jeringa.

Por lo tanto, la respuesta práctica es no: no reste el volumen de polvo del volumen de disolvente. La corrección es menor que su error de medición y su aplicación introduce más oportunidades aritméticas de errores de las que elimina. El desplazamiento se vuelve relevante en la preparación a escala de gramos o en trabajos analíticos que exigen una precisión inferior al porcentaje, donde los matraces volumétricos en lugar de las jeringas son la herramienta adecuada.

El protocolo de reconstitución de 3 pasos de Belk Body Lab

El siguiente protocolo refleja la práctica estándar de manipulación de laboratorio preclínico, organizado en tres fases. Está escrito para un vial de péptido liofilizado genérico; La documentación del fabricante específica del compuesto siempre tiene prioridad.

Paso 1: preparación y equilibrio

1. Deje que el vial alcance la temperatura ambiente antes de abrirlo. La introducción de disolvente en el vidrio frío fomenta la condensación y ralentiza la disolución. Normalmente, veinte o treinta minutos en el banquillo son suficientes.
1. Prepare una superficie de trabajo limpia. Reúna el vial de péptido, el vial de disolvente, una jeringa del tamaño adecuado y toallitas con alcohol antes de comenzar, de modo que ningún paso se interrumpa a mitad de camino.
1. Limpie ambos tapones de goma con un hisopo con alcohol y déjelos secar al aire. Limpiar por sí solo no esteriliza; el tiempo de contacto mientras el alcohol se evapora es lo que hace el trabajo. No los soples para acelerar esto.
1. Introduzca el volumen de disolvente calculado en la jeringa. Invierta el vial de disolvente, extraiga lentamente y expulse las burbujas de aire dentro del vial antes de retirar la aguja. Dibujar lentamente es la forma más eficaz de evitar burbujas: la aspiración rápida hace que el aire pase más allá del sello del émbolo y cavita el líquido.

Paso 2: adición y disolución de disolvente

1. Inserte la aguja a través del centro del tapón del vial de péptido con un ligero ángulo e incline la aguja de modo que el chorro de disolvente corra por la pared de vidrio interior en lugar de caer directamente sobre el disco. Una corriente directa sobre la torta provoca una humectación localizada de alta concentración y una alteración mecánica; Pasarlo por la pared permite que el pastel se moje gradualmente desde abajo.
1. Deje que la aspiradora haga el trabajo. Debido a que la mayoría de los viales están tapados al vacío parcial, el disolvente se absorberá por sí solo una vez que la aguja penetre. Controle la velocidad con el émbolo en lugar de forzarlo. Si el vial ha perdido su vacío (por un sello comprometido o una punción previa), deberá presionar el émbolo manualmente y debe tratar la pérdida de vacío como una cuestión sobre la integridad del vial.
1. Retire la aguja y deje reposar el vial. Muchos péptidos se disuelven en cuestión de segundos o unos minutos. Algunos tardan mucho más. El tiempo y la agitación suave son las herramientas correctas.
1. Agite suavemente. Haga rodar el vial entre sus palmas o muévalo en círculos lentos. No sacudir.

POR QUÉ ES IMPORTANTE SACUDER

Temblar no es cuestión de ser innecesariamente delicado. La agitación vigorosa crea interfaces aire-líquido, y los péptidos se adsorben en esas interfaces y se despliegan parcialmente allí. La generación repetida de interfaces impulsa que el material se desdobla parcialmente en agregados, que son irreversibles. El signo visible es la espuma. Si un vial hace espuma, el péptido ya se ha perdido en la interfaz.

De manera similar, no caliente un vial para acelerar la disolución. La temperatura elevada acelera todas las vías de degradación disponibles para la molécula, y la disolución lenta a temperatura ambiente casi nunca es un problema que valga la pena resolver.

Paso 3: inspección, etiquetado y almacenamiento

1. Inspeccione la solución contra un fondo claro. Debe estar claro y libre de partículas visibles. La neblina, el material flotante o un fragmento persistente sin disolver justifican una investigación antes de su uso.
1. Etiquete el vial inmediatamente con el compuesto, la masa, el volumen de disolvente, la concentración resultante y la fecha de reconstitución. Este es el paso que se omite con mayor frecuencia y el que con mayor frecuencia causa errores posteriores, porque la concentración es irrecuperable del propio vial.
1. Refrigere entre 2 y 8 °C. Almacenar en posición vertical, protegido de la luz. No congele una solución reconstituida a menos que la documentación del compuesto lo respalde específicamente.

Química de estabilidad, almacenamiento y degradación

Los péptidos en solución se degradan a través de un pequeño número de vías químicas bien caracterizadas. Comprenderlos hace que la guía de almacenamiento sea intuitiva y no arbitraria.

• Hidrólisis: agua que escinde la columna vertebral del péptido. La tasa aumenta con la temperatura y con la desviación del rango de pH óptimo del péptido.
• Desamidación: los residuos de asparagina y glutamina se convierten en aspartato y glutamato, alterando la carga y, a menudo, la actividad. Una de las rutas más comunes de degradación en solución acuosa.
• Oxidación: los residuos de metionina, cisteína y triptófano son los más vulnerables. Impulsado por oxígeno disuelto, luz y trazas de iones metálicos.
• Agregación: moléculas individuales que se asocian en dímeros, oligómeros y, finalmente, en un precipitado visible. Impulsado por la agitación, los ciclos de congelación y descongelación, la alta concentración y la exposición a la interfaz. Generalmente irreversible.
• Adsorción superficial: unión de péptidos a las paredes de recipientes de vidrio o plástico. En concentraciones bajas, esto puede eliminar una proporción significativa del total, lo cual es una de las razones por las que las acciones muy diluidas son menos estables que las concentradas.

Condiciones del Estado Justificación

Liofilizado, a largo plazo −20 °C, desecado, oscuro No hay agua disponible para hidrólisis o desamidación

Liofilizado, a corto plazo 2–8 °C, sellado Aceptable por semanas; proteger de la entrada de humedad

Reconstituido 2–8 °C, vertical, oscuro La degradación es activa; el frío frena todos los caminos

Evite la congelación y descongelación repetidas. Formación de cristales de hielo y agregación de impulsos de concentración de congelación.

Evite el almacenamiento a temperatura ambiente. Cada ruta de degradación se acelera con la temperatura.

Evite la exposición a la luz directa. Fotooxidación de residuos aromáticos y que contienen azufre.

El tiempo que un péptido reconstituido permanece utilizable depende del compuesto, la concentración y el disolvente. La ventana de uso convencional de 28 días del agua bacteriostática describe la protección microbiana, no la estabilidad química; esas son preguntas separadas, y el péptido puede verse comprometido químicamente mucho antes o permanecer sano mucho después. Cuando un fabricante publica datos de estabilidad específicos de un compuesto, esos datos reemplazan cualquier regla general.

Solución de problemas

La solución está turbia.

La nubosidad tiene tres causas comunes, distinguibles por el comportamiento. La disolución incompleta se aclara con el tiempo y agitando suavemente. La agregación no desaparece y a menudo empeora al permanecer en reposo; esto indica que el péptido ha salido de su estado plegado y no es recuperable. La insolubilidad genuina al pH de trabajo es específica del compuesto y significa que el péptido necesita un sistema solvente diferente, que la documentación del fabricante debe especificar.

La disolución es muy lenta.

La paciencia y los movimientos suaves son la respuesta correcta. Algunos péptidos simplemente tardan entre veinte y treinta minutos. Resista el calentamiento, la sonicación o el vórtice: los tres intercambian velocidad de disolución por integridad molecular.

El polvo se disolvió instantáneamente.

Esto es normal y, en general, una buena señal. La torta liofilizada es muy porosa, lo que proporciona una enorme superficie, y el vacío interno del vial atrae el disolvente rápidamente a través de esa estructura. La disolución instantánea indica un disco bien formado, no un problema.

No hay vacío en el vial.

Un vial que no aspira disolvente ha perdido su sello o ha sido perforado previamente. Trate esto como una cuestión de esterilidad y historial de almacenamiento en lugar de un inconveniente puramente mecánico.

El disco parece encogido, agrietado o colapsado.

La apariencia de la torta varía claramente entre compuestos y volúmenes de relleno, y un disco delgado o encogido suele ser simplemente el aspecto de una pequeña masa después de la liofilización. Sin embargo, el colapso o el derretimiento pueden indicar una variación de temperatura durante el envío o el almacenamiento. Cuando la apariencia sea marcadamente diferente a la de lotes anteriores del mismo producto, comuníqueselo al proveedor.

Los errores de reconstitución más comunes

• Sacudir en lugar de girar. El hábito más dañino y el más fácil de evitar.
• No etiquetar el vial. La concentración existe sólo en sus registros; se desconoce un vial sin etiquetar.
• Unidades confusas con mililitros. En una jeringa U-100, 20 unidades son 0,2 ml, no 20 ml o 2 ml.
• Inyectar disolvente directamente en el disco a gran velocidad en lugar de hacerlo por la pared del vial.
• Calentar un vial para acelerar la disolución.
• Almacenar la solución reconstituida a temperatura ambiente "sólo por un día".
• Congelar y descongelar una solución reconstituida repetidamente.
• Suponiendo que dos viales del mismo compuesto con la misma masa tengan la misma concentración. Sólo lo hacen si se utilizó el mismo volumen de disolvente.
• Restar el volumen de desplazamiento, introduciendo riesgo aritmético para corregir un error menor que la incertidumbre de medición.
• Reutilizar una jeringa entre viales, lo que supone un riesgo tanto de contaminación como de transferencia cruzada.